Satanoperca pappaterra – 3éme partie

Satanoperca pappaterra – HECKEL 1840

Une façon de se nourrir pour le moins caractéristique, une apparence frappante, un comportement en de nombreux points remarquable et une reproduction pour le moins intéressante…

C’est ainsi et avec ces quelques mots, que l’on définit et caractérise le mieux ces cichlidés appartenant au genre Satanoperca, qui, malheureusement ne sont pas des cichlidés les plus populaires dans en aquariophilie, mais pourtant ils mériteraient bien une attention plus soutenue de la part des aquariophiles pour leurs beauté et leur particularités qui seront évoquées dans cet article.

Pour commencer, il faut savoir que les Eartheaters sont répandus partout en Amérique du Sud.

Six genres composent ce groupe très riche en diversité :

  1. Les Acarichthys dans les rivières de l’Amazonie et Essequibo bassins ;
  2. Les Biotodoma de l’Amazone et l’Orénoque et des bassins versants des fleuves côtiers des Guyanes ;
  3. Les Geophagus répandus dans quatre bassins de grands fleuves ;
  4. Les Gymnogeophagus du bassin versant du Rio Parana ;
  5. Les Retroculus issus des rivières rapides de Guyanes françaises et les bras de l’Amazone ;
  6. Les Satanoperca de l’Amazone et l’Orénoque des bassins versants, et de la Guyane.

Les Satanoperca pappaterra appartiennent donc aux cichlidés d’Amérique du Sud, et sont trouvés dans les bassins fluviaux de l’Orénoque, de l’Essequibo, de la Nickerie, de l’Amazone et du Paraná – Paraguay.

Ils se trouvent principalement dans les zones avec des eaux lentes, mais certaines espèces ont également été enregistrées à partir de rapides.

Ils font partie d’un groupe populairement connu sous le nom de “Eartheaters” car ils se nourrissent en ramassant des bouchées de sable pour tamiser des aliments tels que des invertébrés, des matières végétales et des détritus (la seule exception est l’alimentation en milieu aquatique de Satanoperca acuticeps).

C’est une espèce endémique du bassin amazonien (Rio Guaporé) et du haut Paraguay qui pratique la couvaison buccale retardée.

Les Satanoperca se nourrissent souvent en petits groupes et un individu peut agir et se défendre de façon organisée avec un  gardien, qui chargera sans hésiter un piranha approchant avec sa bouche ouverte et ses nageoires dressées.

Dans la nature, certains poissons sont plus communs que d’autres.

Ainsi, par exemple, entre autres Satanoperca, Satanoperca daemon est très commun dans la plupart des ruisseaux sous la rivière Apure au Venezuela.

Les habitants les appellent “Horse Face” ou “Aspira Terra”.

Satanoperca pappaterra est communément connu sous le nom de « Pantanal eartheater » et localement connu sous le nom de “ cará ” ou “ acará ”.

Dans le bassin amazonien, cette espèce coexiste avec quatre autres espèces du même genre :

  • Satanoperca acuticeps (HECKEL, 1840),
  • Satanoperca daemon (HECKEL, 1840),
  • Satanoperca jurupari (HECKEL, 1840),
  • Satanoperca lilith (KULLANDER & FERREIRA, 1988)

Enfin, il faut le reconnaitre, ce Satanoperca papaterra est tout simplement magnifique.

Ils sont l’exemple vivant de la façon dont la morphologie et le comportement des poissons s’adaptent pour exploiter des niches biologiques particulières et coloniser avec succès des zones spécifiques de cours d’eau; dans leur cas, le fond des cours d’eau.

REPRODUCTION

Ovipare.

Monogame.

Cette espèce est un incubateur buccal maternel ovophile.

Les poissons de cette famille font preuve de soins parentaux (généralement effectués par la femelle) et sont divisés en deux groupes:

  1. les reproducteurs de substrat, qui attachent leurs œufs à un substrat et font preuve de soins parentaux par les deux parents,
  2. les couveurs/couveuses buccales, qui portent leur progéniture dans leur bouches.

Cette espèce est un incubateur buccal maternel ovophile dont la reproduction peut être réalisée en aquarium.

Préparation au frai

A priori, il n’existe pas d’élément particulier déclencheur du processus de frai autre que le respect des principales exigences de maintenance de ces poissons qui sont :

  • une bonne alimentation ;
  • un respect rigoureux des opérations d’entretien de l’aquarium impliquant des changements d’eau relativement importants et hebdomadaires.

Étant donné que le sexage précis est très difficile, il est fortement souhaitable, pour toutes les raisons évoquées précédemment, de commencer par constituer un groupe de 8 -10 jeunes poissons qui grandiront ensembles afin de permettre aux couples de se former naturellement.

Dans ce contexte, il est certain qu’une bonne dose de patience sera nécessaire à l’éleveur pour identifier les futurs reproducteurs car cela peut prendre au moins un an, souvent deux ou plus, au moins jusqu’à les Satanoperca pappaterra deviennent sexuellement matures.

Parade nuptiale

Le début du processus de reproduction ou la cour de séduction qui établira à la formation d’u couple est initié par le mâle.

Généralement cette parade nuptiale a lieu autour d’un morceau de bois flottant ou autre solide objet, situé dans le territoire que ce sont fixés les poissons et qui servira de support de ponte.

En règle générale, la cour est très tumultueuse, le mâle nage derrière la femelle et la harcèle de son aileron de queue et les hanches.

Après une telle cour, le couple nettoie le lieu choisi pour la ponte.

A partir du moment où une ou plusieurs femelles gravides sont courtisées et que des couples se forment, les reproducteurs commencent à défendre âprement le territoire choisi quelques jours avant même le début de la ponte.

A cet instant, les autres poissons, en particulier leurs congénères Satanoperca, sont plus tolérés à proximité du territoire et lieu de ponte.

C’est à ce moment qu’il peut être utile et qu’il est fortement conseillé d’avoir recours au retrait de ces poissons et leur installation dans des aquariums leur offrant des conditions de vie similaires (qualité de l’eau en particulier…).

AVANT LA REPRODUCTION

Le Satanoperca pappaterra atteint sa maturité sexuelle à l’âge de 1 an et demi.

Cette espèce est une couveuse ovophile buccale.

La cour est initiée par le mâle, avec des individus nuptiaux formant des territoires qui sont généralement centrés autour d’un morceau de bois flotté, de roche ou d’un autre objet solide.

Conditionnement des reproducteurs

La reproduction des poissons, bien que difficile, est possible.

Pour le frai, des couples de poissons matures sont choisis au sein du groupe acquis, en aucun cas il ne faudra essayer de trouver un partenaire pour l’un ou l’autre poisson et l’imposer à son conjoint car, de cette association forcée, il n’en sortira rien !

Il est toujours possible de stimuler le frai de ces poissons en leur une alimentation équilibrée et un changement hebdomadaire de 70% d’eau fraîche d’aquarium.

Les femelles gravides sont courtisées et quand un couple se forme, elles peuvent défendre le territoire ensemble pendant quelques jours avant le frai.

PENDANT LA REPRODUCTION

La ponte

Les œufs sont déposés par petits lots successifs sur le support choisi par le couple reproducteur.

Les œufs sont déposés en petits lots sur les surfaces des plantes, des roches ou des troncs, en attendant d’être fécondés par le mâle.

Les œufs sont fécondés puis normalement immédiatement recueillis par la femelle, le processus normalement se répète jusqu’à ce qu’elle dépose plusieurs centaines œufs.

Le mâle féconde ensuite les œufs et dans certains cas, le mâle peut également prendre jusqu’à quelques œufs avec l’intention supposée de s’en occuper, mais cela, habituellement, ne dure pas très  longtemps.

Néanmoins, à cette période, la femelle est normalement éjectée du territoire peu de temps après la ponte, il semble bien que certains mâles manifestent apparemment un comportement prolongé en matière de soins de la couvée.

Ce processus peut être répété à plusieurs reprises.

Ce poisson a un comportement biparental immédiat.

La ponte est d’environ 120 œufs, une fois pondus et fécondés, la femelle les mettra dans sa bouche pour commencer l’incubation.

Les œufs de cette espèce sont de couleur jaune et de forme ovale.

les dimensions des œufs de Satanoperca pappaterra sont plus similaires à celles des géniteurs de substrat précédemment caractérisés que des couveuses à bouche.

Selon KUWAMURA et MIHIGO (1988), les incubateurs buccaux produisent moins d’œufs mais qui sont d’une plus grande taille que couveurs sur substrat, et leurs jeunes commencent une vie exogène et à se nourrir plus tard et à un stade plus développé que le jeune du né d’un couveur sur substrat.

Par conséquent, les dimensions des œufs de Satanoperca pappaterra sont plus similaires à celles des géniteurs de substrat précédemment caractérisés que des couveuses à bouche.

Selon KUWAMURA et MIHIGO (1988) les incubateurs buccaux produisent moins d’œufs que les ovipares normaux qui, souvent sont d’une plus grande taille que les incubateurs, et leurs jeunes commencent à se nourrir plus tard et à un stade plus développé que les jeunes issus de couveurs sur substrat.

Une fois le frai terminé, les futurs parents Satanoperca pappaterra enterrent leurs œufs et les recouvrent d’une couche de sable de trois centimètres.

La femelle et le mâle restent près de la couvée, la protégeant des autres poissons.

Les œufs, dans ces conditions incubent pendant environ 3 jours.

Dans certains cas, il arrive que ce soit le mâle qui déterre et ramasse les œufs, mais ne il ne s’en occupe généralement pas longtemps.

Il les y maintient jusqu’à leur éclosion et la réabsorption du sac vitellin par les larves.

À la veille de l’éclosion des larves, les reproducteurs déterrent la couvée, le 5ème jour, les alevins commencent à nager et à se nourrir.

Après l’éclosion des œufs, le mâle pourra expulser la femelle (comportement variable) et s’occuper des alevins pendant les prochains jours.

10 jours après l’éclosion, les alevins quittent la bouche de la femelle, reviennent la nuit ou à chaque occasion qu’un danger potentiel se présente.

Après 2 à 3 semaines, idéalement les alevins devraient être transférés dans un autre aquarium où ils finiront leur croissance à l’abri de toute prédation.

À quatre semaines, les alevins cessent de revenir à la bouche ou la trouvent fermée, bien que les parents les protègent pendant encore quatre semaines.

La croissance des alevins Satanoperca pappaterra est lente.

ETUDE DU DEVELOPPEMENT LARVAIRE

Période embryonnaire

En général, les œufs sont jaunes (à l’exception de la pigmentation dendritique interne dans tout le jaune) et de forme ovale, avaient des PS étroits et manquaient de gouttelettes d’huile et de membranes muqueuses externes (Fig. A et Fig. C).

Développement embryonnaire de Satanoperca pappaterra collecté dans les bassins fluviaux de Cuiabá et Manso dans l’état du Mato Grosso, Brésil.

Légende :

  • EgD = diamètre de l’œuf,
  • PS = espace périvitellin,
  • BL = blastopore,
  • EA = axe embryonnaire,
  • Ta = queue,
  • Ey = œil, échelle = 1 millimètre.

Figure A :  Clivage précoce

  • EgD horizontal de 1,93 millimètres.
  • EgD vertical de 1,67 millimètres.

Figure B : Embryon précoce

  • EgD horizontal de 2,07 millimètres.
  • EgD vertical de 1,52 millimètres.

Figure C : Stade sans queue

  • EgD horizontal de 2,15 millimètres.
  • EgD vertical de 1,57 millimètres.

Early clivage étape

Les oeufs sont de forme ovale et ont un diamètre moyen de 2,05 millimètres sur la longueur et diamètre vertical de 1,63 millimètres.

Le PS (espace périvitellin) va étroit à modéré, avec des diamètres moyens (par rapport à l’œuf) de 6,89% horizontalement et de 4,86% verticalement.

Stade embryonnaire précoce

les œufs avaient un diamètre horizontal moyen de 2,01 millimètres et un diamètre vertical de 1,51 millimètres.

Le PS va toujours de étroit à modéré, avec des diamètres moyens (par rapport à l’œuf) de 9,04% horizontalement et de 5,54% verticalement.

Dans la partie jaune de m’œuf, la formation de l’axe embryonnaire est bien évidente. (Fig. B).

Stade sans queue

les œufs à ce stade d’incubation ont un diamètre horizontal moyen de 2,07 millimètres et un diamètre vertical de 1,53 millimètres.

Le PS va de étroit à modéré, avec des diamètres moyens suivant les œufs de 11,23 % horizontalement et 9,15 % verticalement.

A ce stade, il est possible d’ observer une distinction entre le corps et la tête de la larve le long de l’axe embryonnaire.

Les yeux sont en formation et ne sont pas encore pigmentés, le début de formation de la colonne vertébrale (notocorde) et une pigmentation ponctuée dans la région caudale postérieure peuvent également être observés (Fig. 2c).

Dans la dernière phase de de cette étape, la région caudale commence à se séparer de la partie jaune de l’œuf, bien qu’elle y reste attachée.

Période larvaire

Aucune larves examinées n’a atteint le stade pré-flexion; d’autres étapes sont décrites ci-dessous.

L’étape Sac vitellin

Dans cette étape, la longueur varie de 2,00 millimètres à 4.15 millimètres (Fig. A).

Bien qu’il soit possible d’observer une légère flexion de la notocorde, les os hypural [2]ne se sont pas encore formés.

Le sac vitellin présente une pigmentation dendritique interne et est relativement important par rapport à la taille de la larve.

Les yeux sont elliptiques et partiellement pigmentés, et ils ne subissent pas d’ autres changements de forme au cours du développement.

La bouche et l’anus sont fermées, et le museau ne présente pas encore une ouverture nasale.

La formation d’os au niveau de la tête peut être observée.

Le nombre total de myomères varie de 24 à 31 (11 à 20 pré-anal et 12 à 16 post-anal) à ce stade.

Etape Flexion

La longueur des larves se situe entre 4.30 millimètres et 5.75 millimètres (Fig. B et la Fig. C).

Le jaune est complètement absorbé des que les larves atteignent environ 5,30 millimètres de SL.

A la fin de cette étape, le système digestif du futur poisson est bien développé, on peut voir que la bouche a trouvé sa position définitive et que est ouvert, donc fonctionnel.

Les yeux sont désormais elliptiques sont entièrement pigmentés.

Des glandes adhésives, par paire, peuvent être observées dans la région supérieure de la tête et une autre plus petite paire est située à peu près entre les yeux.

L’ouverture de l’opercule et des narines (simple) est observée à la fin de cette étape à environ 5,50 millimètres SL.

Le pli des nageoires devient partiellement visible au cours de cette phase de développement, soulignant les nageoires dorsale et anale , qui commencent à montrer des rayons quand la larve atteint environ 5,58 millimètres SL.

En ce qui concerne à la nageoire caudale, les rayons commencent à se former vers 4.7 millimètres SL, et 5,25 mm SL, les rayons commencent à se segmenter.

Les premiers rayons (6 à 12 raies) de la nageoire pectorales sont visibles à environ 5.67 millimètres SL.

Le développement de la pelvienne à partir d’une sorte de fin bourgeon commence à environ 5.75 millimètres SL.

Les pigments sont dispersés dans tout la partie jaune du sac vitellin, tandis que des pigments punctiformes sont concentrées près des glandes adhésives et des lignes médianes longitudinales commencent à apparaitre de la nageoire dorsale et ventrale de la larve.

Par rapport à la précédente étape, ces pigments en « lignes » deviennent discontinues sur le cours du développement.

À la fin de cette étape, des concentrations de pigment apparaissent dans la partie supérieure de la tête, dans la région inter-orbitaire et au-dessus de l’ estomac et du pédoncule caudal;.

Une pigmentation ponctuée peut également être observée sur la bouche et l’opercule.

Le nombre total de myomères varie de 22 à 30 (9 à 15 pré-anal et 12 à 16 post-anal) à ce stade.

Etape Post-flexion

La longueur SL des larves varie de 6.34 millimètres à 10.25 millimètres (Fig. D).

À ce stade, le système digestif s’est formé et est bien visible par transparence.

Une ouverture anale est située médialement à l’axe du corps.

Les yeux sont elliptiques et pigmentés, et l’ opercule est défini.

Les ouvertures nasales sont simples.

Le réserves nutritives (vitellus de l’œuf) sont entièrement absorbées.

La nageoire dorsale et anale ont des formes bien définies, avec l’apparition, à environ 7.0 millimètres SL, de rayons qui les segmente parfaitement.

Tous les rayons de la nageoire caudale sont aussi segmentés.

La nageoire dorsale présente entre 163 à 15 épines et 10 à 12 rayons, tandis que la nageoire anale a 3 épines et 6 à 8 rayons.

A 6.67 millimètres de longueur SL, les nageoires pectorales présentent entre 10 et 14 complètement rayons segmentés.

Au début de cette étape, le la base de cette nageoire ressemblait à un bourgeon.

A la taille de 7.76  millimètres SL, les rayons commencent à se former (variant entre 5 et 6) avec début de segmentation.

Certaines régions de pigmentation ponctuée peuvent être observées autour de la bouche, entre les yeux et dans la région dorsale postérieure de la tête, les lobes de la tête et la région de l’ opercule.

La pigmentation en point du poisson va changer tout au cours de son développement.

Au début de cette étape, quatre à six taches concentrées de pigment sont présentes près de la nageoire dorsale, et 4 à 5 autres points sont présents le long du corps (au-dessus de l’ estomac près de la caudale région).

A la fin de cette étape, les taches pigmentées situées au-dessus de l’estomac deviennent allongées longitudinalement, et les autres spots présentent des formes arrondies.

En raison de l’augmentation de la masse corporelle et de la pigmentation, il ne devient plus possible de compter les myomères à ce stade.

Période Juvénile

La longueur SL des larves varie maintenant de 10.29 millimètres à 24.57 millimètres (Fig. E) selon ce qu’elles trouvent pour se nourrir.

Les yeux sont elliptiques et les ouvertures nasales sont formées.

Dans cette période, les larves déjà possèdent échelles cténoïdes, et toutes leurs caractéristiques morphologiques sont entièrement formées comme chez les adultes.

La nageoire dorsales présente entre 14 et 16 épines et 8 à 10 rayons, la nageoire anale présente entre 3 e ou 4 épines et 8 à 10 rayons, les autres nageoires présentent entre 13 à 16 rayons, et la nageoire pelvienne présente 4 à 8 rayons.

Le motif de pigmentation est similaire à celui observé pendant la phase post-flexion, avec l’ajout d’un nombre accru de chromatophores et la formation de taches pigmentaires transversales dans tout le corps.

A ce stade, on ne parle plus de larves mais d’alevins !

ELEVAGE

Une fois que les alevins nagent librement, ils acceptent facilement d’être nourris, et mangent sans difficulté ni rechigner des aliments secs, en poudre de bonne qualité,

Les naupliies d’artémias, les micro-vers (microworms) et autres aliment pour l’alimentation des alevins sont pris sans difficulté.

Les alevins Satanoperca acceptent tout autant les petits vers de vase qu’ils soient vivants ou congelés, ils mangent aussi les Tubifex, les artémias adultes, les larves de moustiques, etc…

Il faudra veiller à ce que certains des produits séchés distribués à ces alevins contiennent au moins une forte proportion de matières végétales telles que la spiruline ou équivalent similaire.

Avertissement : Si vous maintenez des adultes Satanoperca pappaterra dans un bac communautaire, il est fortement recommandé de retirer les femelles couveuses de ce bac, car leurs alevins deviennent des proies faciles pour les autres poissons, y compris les congénères, une fois relâchés.

CONSERVATION

INTRODUCTION EN DEHORS SON BIOTOPE

USAGES HUMAINS

Pêche locale pour consommation occasionnelle.

MENACE POUR LES HUMAINS

Sans danger

MARCHE AQUARIOPHILE & AQUARIOPHILIE

Il a été découvert par l’ichtyologiste Dr. Johann HECKEL en 1840 Mais les premiers spécimems ont été rapportés vers l’Europe et les États-Unis qu’au débuts du 20éme siècle.

Sa forme et sa coloration particulières avaient excités les aquariophiles américains et européens, autant que les scientifiques de l’époque à s’y intéresser et à s’essayer à leur maintenance.

Au début, les entretenir et les reproduire n’était pas facile et il y avait de nombreux problèmes techniques et de nombreuses pertes.

Mais avec le temps, la maintenance des Satanoperca s’est apprivoisée !

Cependant de nos jours, ce magnifique cichlidé sud-américain ne bénéficie pas autant d’attention que n’en ont les cichlidés africains qui sont à la mode depuis quelques années.

La raison d’une telle attitude peut également être liée aux difficultés rencontrées pendant la reproduction puis au cours de l’élevage de ces poissons.

La magie de ces poissons réside non seulement dans leur belle apparence – de grands yeux confiants et la forme de leur bouche comme s’ils souriaient constamment mais aussi dans leur comportement social et leur façon intéressante de se reproduire.

Cela permettra de rattraper toutes les difficultés associées à leur élevage.

Ce sont des poissons caractéristiques, plus doux que beaucoup d’autres cichlidés, mais surtout plus doux que les poissons africains, il n’est absolument pas possible de les considérer comme ennuyeux ou communs

Ainsi, il peut également arriver que certains avec des spectateurs peuvent considérer leur apparence unique démoniaque, et comme une curiosité !

Ces perches diaboliques sont un source d’observation inégalable pour les aquariophiles qui apprécient les défis à la fois le défi lié à leur maintenance et leur comportement intéressant de mangeurs de terre qu’ils sont sans aucun doute.

STATUT DE CONSERVATION

  • IUCN Red List Status (Ref. 120744) : Non évalué.
  • CITES (Ref. 118484) : Non évalué.
  • CMS (Ref. 116361) : : Non évalué.

RESISTANCE AUX MALADIES

Le futur éleveur est confronté au problème de l’approvisionnement en eau de bonne qualité.

L’eau doit être acide, mais surtout ne doit pas contenir de produits nocifs au métabolisme tels que l’ammoniac, les nitrites et les nitrates.

Se nourrissant principalement d’animaux décortiqués, de larves d’insectes et de restes végétaux.

Dans des conditions naturelles ils ont une bonne immunité parasitaire et ne sont pas sensibles à l’infestation parasitaire, sauf pour l’infection par les branchies.

Ces cichlidés sont assez fragiles si les conditions de leur maintenance ne sont pas respectées, ils deviennent souvent alors sujets à la maladie de trous dans la tête, qui donnent lieu à des blessures sur la peau et dans la région de la tête.

Une des recettes les plus efficaces contre cette maladie est une alimentation variée riche en substances contenant des vitamines A et C, qui jouent un grand rôle dans la formation de la peau.

En outre, la qualité de l’eau et la prévention des facteurs de stress sont également importants et déterminants pour leur maintenance.

La fragilité de ces poissons face à ces maladies est individuelle, ce qui rend la probabilité de maladie des poissons en bonne santé très faible, à condition que les conditions de vie permanentes des poissons ne soient pas défavorables.

REFERENCES

ESCHMEYER, WN; R. FRICKE et R. VAN DER LAAN (éd.). ” Espèces de Satanoperca “. Catalogue des poissons. Académie des sciences de Californie. Récupéré le 9 juillet 2019.

FROESE, RAINER et PAULY, DANIEL, éds. (2019). Espèces de Satanoperca dans FishBase. Version juillet 2019.

VAN DER SLEEN, P .; JS ALBERT, éd. (2017). Guide de terrain des poissons de l’Amazonie, de l’Orénoque et des Guyanes. Presses universitaires de Princeton. p. 382.ISBN 978-0691170749.

KULLANDER, SO (2012). “Un examen taxonomique de Satanoperca (Teleostei: Cichlidae) de Guyane française, Amérique du Sud, avec la description d’une nouvelle espèce”. Cybium . 36 (1): 247-262.

KULLANDER, SO; EJH FERREIRA (1988). “Une nouvelle espèce de Satanoperca (Teleostei: Cichlidae) du bassin du fleuve Amazone au Brésil”. Cybium . 12 (4): 343–355.

WILLIS, SC; H. LOPEZ-FERNANDEZ; CG MONTAÑA; IP FARIAS; G. ORTI (2012). “La phylogénie au niveau de l’espèce des« perches de Satan »basée sur les arbres de gène discordants (Teleostei: Cichlidae: Satanoperca Günther 1862)”. Phylogénétique moléculaire et évolution. 63(3): 798–808. doi:10.1016 / j.ympev.2012.02.018. PMID 22406409.

OTA, RR; SO KULLANDER; GC DEPRA; WJ DA GRAÇA; CS PAVANELLI (2018). “Satanoperca curupira, une nouvelle espèce de cichlidés du bassin du Rio Madeira au Brésil (Teleostei: Cichlidae)”. Zootaxa. 4379(1): 103-112. doi:10.11646 / zootaxa.4379.1.6. PMID 29689976.

KULLANDER, SO, 2003. Cichlidés (cichlidés). P. 605-654. Dans RE Reis, SO Kullander et CJ Ferraris, Jr. (eds.) Liste de contrôle des poissons d’eau douce d’Amérique du Sud et d’Amérique centrale. Porto Alegre: EDIPUCRS, Brésil.

SAZIMA, I. et FA MACHADO, 1990. Observations sous-marines de piranhas dans l’ouest du Brésil. Environ. Biol. Poisson. 28: 17-31.

SAZIMA, I., 1986. Similitudes dans le comportement alimentaire entre certains poissons marins et d’eau douce dans deux communautés tropicales. J. Fish Biol. 29: 53-65.

BRITSKI, HA, KZ de S> de Silimon et BS Lopes, 2007. Poisson du Pantanal: manuel d’identification, 2e éd. ré. ampl. Brasília, DF: Information technologique Embrapa, 227 p.

Âge et croissance de Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840) (Osteichthyes, Cichlidae) dans le réservoir d’Itaipu, État du Paraná – Rodrigo Fernandes, Angela Maria Ambrósio, Edson Kiyoshi Okada

Histologie du tube digestif de Satanoperca pappaterra (Osteichthyes, Cichlidae) – Marlene Rodrigues da Silva, Maria Raquel Marçal Natali, Norma Segatti Hahn

HECKEL, JJ, 1840 – Annalen des Wiener Museums der Naturgeschichte v 2: 325-471. de la neue de Johann Natterer Flussfische Brasilien nach den Beobachtungen und Mittheilungen des Entdeckers beschrieben (Erste Abtheilung, Die Labroiden).

LÓPEZ-FERNÁNDEZ, H., RL Honeycutt et KO Winemiller, 2005 – Molecular Phylogenetics and Evolution 34 (1): 227-244

Molecular phylogeny and evidence for an adaptative radiation of geophagine cichlids from South America (Perciformes: Labroidei). Fiche de (Entré par): Edson RECHI – Juillet / 2016

Papaterra (Satanoperca pappaterra)

AHLSTROM, EH et BALL, OP (1954). Description des œufs et des larves de chinchard ( Trachurus symetricus ) et répartition et abondance des larves en 1950 et 1951. Bulletin des pêches, 56 , 209-245.

AHLSTROM, EH, BUTLER, JL et SUMIDA, BY (1976). Poissons stromateoïdes pélagiques (Poissons, Perciformes) du Pacifique oriental: espèces, distributions et histoires de début de vie et observations de cinq d’entre eux dans l’Atlantique nord-ouest. Bulletin of Marine Science, 26 , 285-402.

ALVES, FC M, ROJAS, NET et ROMAGOSA, E. (2009). Reprodução do “ciclídeo-anão amazônico”, Apistogramma cacatuoides,Hoedeman, 1951 (Perciformes: Cichlidae) em laboratório. Boletim do Instituto de Pesca, 35 (4), 587-596.

BIALETZKI, A., SANCHES, PV, BAUMGARTNER, G., ET NAKATANI, K. (1998). Caracterização morfológica e distribuição temporal de larvas e juvenis de Apareiodon affinis (Steindachner 1879) (Osteichthyes, Parodontidae) no alto do rio Paraná (PR). Revista Brasileira de Zoologia, 15 (4), 1037-1047.

CABRERA, J., MURILLO, R. et MORA, M. (1988). Desarrollo embrionario, larvaire y del alevín de Cichlasoma dovii (Günther, 1864) (Poissons: Cichlidae). Revista de Biologia Tropical, 36 (2B): 417-422.

CASATTI, L., MENDES, HF et FERREIRA, KM (2003). Macrophytes aquatiques comme site d’alimentation pour les petits poissons dans le réservoir de Rosana, rivière Paranapanema, sud-est du Brésil. Journal brésilien de biologie, 63 (2), 213-222.

CASSEMIRO, FAS, RANGEL, TFLVB, PELICICE, FM et HAHN, NS (2008). Modèles allométriques et ontogénétiques liés à l’alimentation d’un poisson néotropical, Satanoperca pappaterra (Perciformes, Cichlidae). Ecology of Freshwater Fish, 17 , 155-164.

FISHELSON, L. (1995). Ontogenèse cytologique et morphologique et involution du thymus chez les cichlidés (Cichlidae, Teleostei). Journal de morphologie, 233, 175-190.

FUJIMURA, K. et OKADA, N. (2007). Développement de l’embryon, de la larve et du juvénile précoce du tilapia du Nil Oreochromis niloticus (Poissons: Cichlidae). Système de stadification du développement. Développement, croissance et différenciation, 49 , 301-324.

GATZ JR., AJ (1979). Morphologie écologique des poissons de ruisseau d’eau douce. Tulane Studies in Zoology and Botany, 21 , 91-124.

GODINHO, HP, SANTOS, JE et SATO, Y. (2003). Larve ontogênaise de cinco espécies de peixes do São Francisco. Dans HP Godinho et AL Godinho (Eds.),Águas, peixes e pescadores do São Francisco das Minas Gerais (pp. 133-148). Belo Horizonte: PUC Minas.

Holden, KK et Bruton, MN (1992). Une approche biographique de l’ontogénie précoce du tilapia du Mozambique Oreochromis mossambicus (Poissons, Cichlidés). Journal sud-africain de zoologie, 27 (4), 173-191.

JONES, AJ (1972). Le développement précoce des cichlidés couvant le substrat avec une discussion sur un nouveau système de mise en scène. Journal of Morphology, 136 , 255-272.

KORZELECKA-ORKISZ, A., SZALAST, Z., PAWLOS, D., SMARUJ, I., TAÑSKI, A., SZULC, J., ET FORMICKI, K. (2012). Début de l’ontogenèse du poisson-ange, Pterophyllum scalare Schultze, 1823 (Cichlidae). Ichtyologie néotropicale, 10 (3), 567-576.

KOVAC, V., COPP, GH et FRANCIS, MP (1999). Morphométrie de la loche pierreuse, Barbatula : les caractères mensuraux reflètent-ils les seuils du cycle biologique de l’espèce? Biologie environnementale des poissons, 56 , 105-115.

KULLANDER, SO (1998). Une phylogénie et une classification des Cichlidae d’Amérique du Sud (Teleostei: Perciformes). Dans LR Malabarba, RE Reis, RP Vari, ZMS Lucena, & CAS Lucena (Eds.), Phylogeny and classification of Neotropical fishes (pp. 461-498). Porto Alegre: Edipucrs.

KULLANDER, SO (2003). Famille Cichlidae. Dans RE Reis, SO Kullander et CJ Ferraris Jr. (Eds), Check list of the freshwater fishes of South and Central America (pp.605-654). Porto Alegre: Edipurcs.

KUWAMURA, T., et MIHIGO, NK (1988). Ontogénie précoce d’un cichlidé couveur de substrat, Boulengerochromis microlepis, par rapport aux espèces qui couvent la bouche du lac Tanganyika. Physiologie et écologie Japon, 25 , 19-25.

LEIS, JM et TRNSKI, T. (1989). Les larves de poissons de rivage indo-pacifiques. New South Wales University Press, Sydney et University Press of Hawaii, Honolulu.

MACHADO-ALLISON, A. (1987). Los peces de los llanos de Venezuela: un ensayo sobre su historia natural. Caracas: Universidad Central de Venezuela, Consejo de Desarrollo Científico y Humanístico.

Martínez, SGA et Murillo, SRE (1987). Desarrollo larval de Cichlasoma nogrofasciatum (Günther), 1868 (Pisces: Cichlidae) em cultivos em laboratório. Revista de Biología Tropical, 35 (1), 113-119.

MEIJIDE, FJ et GUERRERO, GA (2000). Développement embryonnaire et larvaire du cichlidé couveur de substrat Ciclhasoma dimerus (Heckel, 1840) dans des conditions de laboratoire. Journal of Zoology, 252 , 481-493.

Molina, A. (2008). Desarrollo larval de Amphilophus rostratus (Gill 1877) (Poissons: Cichlidae) cultivados en laboratório. Brenesia, 70 , 47-52.

MOLINA, A. (2010). Desarrollo larval de Amphilophus alfari (Meek 1907) (Poissons: Cichlidae) cultivados en laboratório. Brenesia, 73-74 , 103-107.

MOLINA, A. (2011). Développement larvaire d’ Hypsophrys nicaraguensis (Poissons: Cichlidae) dans des conditions de laboratoire. Revista de Biologia Tropical, 59 (4), 1679-1684.

NAKATANI, K., AGOSTINHO, AA, BAUMGARTNER, G., BIALETZKI, A., SANCHES, PV, MAKRAKIS, MC et PAVANELLI, CS (2001). Ovos e larvas de peixes de água doce: desenvolvimento e manual de identificação. Maringá: EDUEM.

NAKATANI, K., BAUMGARTNER, G., et CAVICCHIOLI, M. (1997). Ecologia de ovos e larvas de peixes. Dans AEAM Vazzoler, AA Agostinho et NS Hahn (Eds.), A planície de inundação do Alto Rio Paraná: aspectos físicos, biológicos e econômicos (pp. 281-306). Maringá: EDUEM.

NAKATANI, K., BIALETZKI, A., BAUMGARTNER, G., SANCHES, PV, & MAKRAKIS, MC (2004). Dynamique temporelle et spatiale des œufs et des larves de poissons. Dans SM THOMAZ, AA AGOSTINHO et NS HAHN (Eds.), The Upper Paraná river and its floodplain: physical aspects, ecology and conservation (pp. 293-308). Leiden: Éditeurs Backhuys.

NASCIMENTO, FL et ARAUJO-LIMA, CARM (1993). Descrição de larvas de Psectrogaster amazonica e Potamorhina altamazonica (Curimatidae, Pisces) da Amazonia Central. Acta Amazonica, 23 (4), 457-472.

OLIVEIRA, FG, BIALETZKI, A., GOMES, LC, SANTIN, M. et TAGUTI, TL (2012). Desenvolvimento larval de Brycon hilarii (Characiformes, Characidae). Iheringia, Série Zoologia, 102 (1), 62-70.

PAES, MCF, MAKINO, LC, VASQUEZ, LA, FERNANDES, JB ET NAKAGHI, LSO (2011). Développement précoce d’Astronotus ocellatus sous stéréomicroscopie et microscopie électronique à balayage. Zygote, 20, 269-276.

PUIGCERVER, M. (2007). Evolución del patrón de coloración melánica em los primeros estadios de desarrollo de la mojarra, Archocentrus myrnae Loiselle, 1997 (Perciformes: Cichlidae). Orsis, 22 ans , 35-44 ans.

RIBBINK, AJ (1990). Styles de vie alternatifs de certains poissons cichlidés africains. Biologie environnementale des poissons, 28 , 87-100.

SOKAL, RR et ROHLF, FJ (1981). Biométrie. Les principes et la pratique des statistiques dans la recherche biologique. New York: WH Freenan et compagnie.

VAZZOLER, AEAM 1996.Biologia da reprodução de peixes teleósteos: teoria e prática. Maringá: EDUEM; São Paulo: SBI.

1 . Universidade Estadual de Maringá (UEM), Departamento de Biologia (DBI), Programa de Pós-Graduação em Ecologia de Ambientes Aquáticos Continentais (PEA), Av. Colombo, 5790, CEP 87020-900, Maringá, Paraná, Brésil; taisemlopes@gmail.com, fgoliveira.bio@gmail.com

2 . Núcleo de Pesquisa em Ictiologia, Limnologia e Aquicultura (NUPELIA), Av. Colombo, 5790, Bloco H90, CEP 87020-900, Maringá, Paraná, Brésil;

AUTRES LIENS

https://www.pinterest.fr/dkwtavares/aquarium-fish-geophagus-satanoperca/

[1] Le benthos est l’ensemble des organismes aquatiques (marins ou dulcicoles) vivant à proximité du fond des mers et océans, des lacs et cours d’eau. Par opposition, on parle de pélagos (constitué du plancton et du necton) pour désigner l’ensemble des organismes qui occupent la tranche d’eau supérieure, du fond à la surface. Beaucoup d’organismes benthiques ont néanmoins des larves qui sont planctoniques et qui pourraient être négativement affectées par l’acidification des océans, à des seuils de teneur en CO2 déjà atteints ou qui pourraient bientôt l’être1.

[2] Série d’os en forme d’éventail (parfois soudés en un ou deux os en forme de plaque) auxquels les rayons de la nageoire caudale sont fixés.

Leave a Reply